使用从磁性细菌体内提取的生物纳米磁珠,在磁珠表面联上特定的抗体,以玻片免疫凝集检测法检测癌胚抗原(Carcinoembryonic Antigen CEA).结果表明使用5μg的CEA抗体-磁珠复合体,可以检测出100pg/ml浓度的CEA,在操作性、经济性上优于免疫荧光检测法.

磁性细菌(magnetic bacteria)体内一般有10～20颗生物纳米磁珠.生物纳米磁珠中心部分的主要成分为磁性Fe3O4,外层为有机生物膜.

磁性细菌为厌氧性螺旋状菌,呈革兰阴性,多发现于海底的淤泥之中;磁性细菌有沿着磁力线朝N极或S极泳动的走磁性,细菌体内约有10～20颗粒径(50～100nm)的磁性细菌粒子呈串状排列其中.电子线回折等的分析表明磁性细菌粒子的主成份为磁性Fe3O4,磁性细菌在含有铁离子的培养液中,常温常压状态下可以大量繁殖,生成的磁性细菌粒子成本低廉[1,2].磁性细菌粒子表面全面覆盖着一层含有磷脂酰乙醇胺的脂质有机薄膜,与人工合成的磁石粒子相比磁性细菌粒子具有表面有机膜厚度均一且稳定牢固、有机膜表面抗体接种容易、形成的磁性抗体对外磁场的磁性应答强及在溶液中分散性良好等的特点[2,3].Tadashi Matsunaga等将多种食品生产相关的生物酶分别接种固定于磁石粒子表面,形成可用外磁场进行控制的磁性酶.20世纪70年代有报道菌体内含有磁石微粒子的磁性细菌,作为一种纳米新材料,日本的学者们对磁性细菌生成的磁性细菌粒子进行了大量的应用性基础研究,在多项工业化应用开发[2]及DNA[4]、胰岛素[5]、抗体[3,6]的高感度检测实验中获得成功.

目的 探讨实验室内进行磁性细菌分离、培养的方法和在卫生检验中的应用模式.方法 淤泥标本中的磁性细菌菌株使用电磁诱导的方法采取.调节磁性细菌培养液中的各种成分,调查磁性细菌MB1株在培养液中的生长状况.使用磁性细菌由来的生物纳米磁珠,制成沙门菌免疫磁珠,对混杂在其他细菌混合液中的低浓度肠炎沙门菌进行捕获及快速分离.结果 磁性细菌MB1株培养时受多种因素的影响,其中重要的因素是Fe3+浓度、SO2-4浓度及培养液的溶解氧浓度.使用免疫磁珠,可以对混杂在其他细菌混合液中的浓度约1 cfu/ml的肠炎沙门菌进行捕获及快速分离.结论 磁性细菌的分离和培养要在实验室内常规条件下进行.以磁性细菌由来的生物纳米磁珠为载体,可对低浓度目标病原菌进行快速的磁捕获与分离.

目的 探讨实验室内进行自然标本中磁性细菌的分离和人工培养.方法 室外采取淤泥样本,以自行设计的电磁诱导法,在实验室内分离淤泥标本中的磁性细菌菌株.对分离的菌株,以松永氏等提案的培养液组方,并调节其中的营养成分、及培养环境的pH、DO、Cos,观察磁性细菌在人工培养液中的生长状况.结果 所分离的磁性细菌,培养时受多种因素的影响,与一般微生物的培养相比,其特殊性表现为对培养液中的Fe3+浓度及培养液的溶解氧浓度较为敏感.所分离的磁性细菌菌株在实验室培养4 d,1 000 mL培养液中分离出17.3 g磁性细菌和3.2 mg磁珠.结论 自然标本中磁性细菌菌株的分离和培养可在实验室内常规条件下进行.

目的 以从磁性细菌体内提取的纳米磁珠为载体,对低浓度大肠杆菌O157:H7进行快速磁捕获与分离.方法 从磁性细菌中获取生物纳米磁珠,然后将大肠杆菌O157抗体接种于该磁珠表面,形成免疫磁珠后,对细菌混合液中浓度约为1cfu/10ml的大肠杆菌O157:H7进行快速磁捕获与分离.结果 菌源性纳米磁珠表面大肠杆菌O157抗体的包被固定量为132μg/mg磁珠.当大肠杆菌O157免疫磁珠浓度为50μ g/ml以上时,即有较好的捕获和分离效果,而且特异性较高,显著强于传统的离心分离法(P＜0.01),当浓度达到100μg/ml以上时捕获和分离效果更好.结论 利用磁性细菌由来的生物纳米磁珠,可将目标细菌抗体包被于生物纳米磁珠表面,制成免疫磁珠后,通过外磁场诱导可快速、准确地进行低浓度目标细菌的捕获与分离.